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Estas son las prácticas de "laboratorio de la cátedra de Bioquímica" Correspondientes al 6to semestre de la carrera de Ing. Química de la Escuela Superior Politécnica De Chimborazo en la ciudad de Riobamba.

martes, 8 de julio de 2014

"Obtención De La Caseína"

E. S. P. O. CH


ESCUELA SUPERIOR POLITÉCNICA DE CHIMBORAZO
FACULTAD DE CIENCIAS
ESCUELA DE INGENIERÍA QUÍMICA
Aldaz Alex alexchristopheraldaztoala@gmail.com
6to Semestre


RIOBAMBA – ECUADOR


OBTENCIÓN DE CASEÍNA


2. OBJETIVOS:
2.1 General:
  • Aislar caseína a partir de la acidificación de la leche.


2.2 Específicos:
  • Separar la caseína de la solución lechosa y lavarla.


3. MARCO TEÓRICO


CASEÍNA
La leche contiene vitaminas (principalmente tiamina, riboflavina, ácido pantoténico y vitaminas A, D y K), minerales (calcio, potasio, sodio, fósforo y metales en pequeñas cantidades), proteínas (incluyendo todos los aminoácidos esenciales), carbohidratos (lactosa) y lípidos. Los únicos elementos importantes de los que carece la leche son el hierro y la vitamina C. Las proteínas se pueden clasificar de manera general en proteínas globulares y fibrosas.


Las proteínas globulares son aquellas que tienden a agregarse en formas esferoidales y no establecen interacciones intermoleculares como son los puentes de hidrógeno (característicos de las proteínas fibrosas) siendo solubilizadas en suspensiones coloidales. En la leche hay tres clases de proteínas: caseína, lactoalbúminas y lacto globulinas (todas globulares). La caseína es una proteína conjugada de la leche del tipo fosfoproteína que se separa de la leche por acidificación y forma una masa blanca. Las fosfoproteínas son un grupo de proteínas que están químicamente unidas a una sustancia que contiene ácido fosfórico.


En la caseína la mayoría de los grupos fosfato están unidos por los grupos hidroxilo de los aminoácidos serina y treonina. La caseína en la leche se encuentra en forma de sal cálcica (caseinato cálcico). La caseína representa cerca del 77% al 82% de las proteínas presentes en la leche y el 2,7% en composición de la leche líquida. La caseína está formada por alpha(s1), alpha(s2)-caseína, ß-caseína, y kappa-caseína formando una micela o unidad soluble. Ni la alfa ni la beta caseína son solubles en la leche, solas o combinadas. Si se añade la para - k - caseína a las dos anteriores o a cada una de ellas por separado se forma un complejo de caseína que es solubilizado en forma de micela. Esta micela está estabilizada por la kappa caseína mientras que las alfa  y beta son fosfoproteínas que precipitan en presencia de iones calcio.


Figura 1: reacción entre la fosfoproteínas y el ion calcio


La para - k - caseína, sin embargo, tiene pocos grupos fosfato y un alto contenido de carbohidratos unidos a ella. También tiene todos sus residuos de serina y treonina con sus correspondientes grupos hidroxilo, así como los carbohidratos dispuestos en una sola cara de su superficie por lo que esta parte exterior es fácilmente soluble en agua gracias a los grupos polares que posee. La otra parte de su superficie se une fácilmente a las alfa y beta caseína insolubles, lo que da lugar a la formación de la micela.




La propiedad característica de la caseína es su baja solubilidad a pH 4,6. El pH de la leche es 6,6 aproximadamente, estando a ese pH la caseína cargada negativamente y solubilizada como sal cálcica. Se añade ácido a la leche, la carga negativa de la superficie de la micela se neutraliza (los grupos fosfato se protonan) y la proteína neutra precipita


Ca2+ Caseinato +  2HCl                    Caseína + CaCl2


La conformación de la caseína es similar a las proteínas desnaturalizadas globulares. El alto número de residuos de prolina en la caseina causa un especial plegamiento en la cadena de proteína e inhibe la formación de una fuerte y ordenada estructura secundaria. La caseína no contiene puentes disulfuro. De igual manera la falta de estructura secundaria es importante para la estabilidad de la caseína frente a la desnaturalización por calor. La carencia de estructura terciaria facilita la situación al exterior de los residuos hidrofóbicos lo que facilita la unión entre unidades proteicas y la convierte en prácticamente insolubles en agua. En cambio es fácilmente dispersable en álcalis diluidas y en soluciones salinas tales como oxalato sódico y acetato sódico.
4. PROCEDIMIENTO:




5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 RESULTADOS
5.1.1 Resultado Práctico                                                                                                          



Preparación una solución de caseinato de sodio, tomando aproximadamente 1 g de caseína en 50 ml de agua destilada y adicionando poco a poco 5 ml de NaOH 1N.


5.2 DISCUSIÓN:


Se logró obtener caseína a partir de la acidificación de la leche  misma que se dejó durante varios días en reposo para así de esta manera obtener una mejor consistencia de la misma para posteriormente  separar la misma de la solución lechosa; es importante también observar que al separar la mezcla de caseína con etanol se obtiene una caseína con mayor grado de pureza.


6. CONCLUSIÓN:


  • Realizada esta práctica, mediante el lavado de la caseína, primero con agua y luego con etanol se logró separar el líquido de la caseína, después en la centrifugadora se elimina el ácido acético (vinagre); razón por la cual precipita la caseína de la leche.


7. BIBLIOGRAFÍA:


Marco Teórico


REACCIÓN DE BIURET


2. OBJETIVOS:
2.1 General:
  • Estudiar la prueba de Biuret y sus características en presencia de la caseína


2.2 Específicos:
  • Identificar el carácter proteico de la caseína, mediante la formación de un complejo violeta.
  • Comprobar la presencia de enlaces peptídicos en la estructura de la caseína.


3. MARCO TEÓRICO


INTRODUCCIÓN
El enlace peptídico es un enlace covalente entre el grupo amino (–NH2) de un aminoácido y el grupo carboxilo (–COOH) de otro aminoácido. Los péptidos y las proteínas están formados por la unión de aminoácidos mediante enlaces peptídicos. El enlace peptídico implica la pérdida de una molécula de agua y la formación de un enlace covalente CO-NH. Es, en realidad, un enlace amida sustituido.Podemos seguir añadiendo aminoácidos del péptido, pero siempre en el extremo COOH terminal. Para nombrar el péptido se empieza por el NH2 terminal por acuerdo. Si el primer aminoácido de nuestro péptido fuera alanina y el segundo serina tendríamos el péptido al anil-serina. (1)


El Reactivo de Biuret es aquel que detecta la presencia de proteínas, péptidos cortos y otros compuestos con dos o más enlaces peptídicos en sustancias de composición desconocida. Está hecho de hidróxido potásico (KOH) y sulfato cúprico (CuSO4), junto con tartrato de sodio y potasio (KNaC4O6·4H2O). El reactivo,de color azul, cambia a violeta en presencia de proteínas, y vira a rosa cuando se combina con polipéptidos de cadena corta.


El Hidróxido de Potasio no participa en la reacción, pero proporciona el medio alcalino necesario para que tenga lugar. Se usa normalmente en el ensayo de Biuret, un método colorimétrico que permite determinar la concentración de proteínas de una muestra mediante espectroscopía ultravioleta-visible a una longitud de onda de 540 nm (para detectar el ión Cu2+).


La presencia de proteínas en una mezcla se puede determinar mediante la reacción del Biuret. El reactivo de Biuret contiene CuSO4 en solución acuosa alcalina (gracias a la presencia de NaOH o KOH). La reacción se basa en la formación de un compuesto de color violeta, debido a la formación de un complejo de coordinación entre los iones Cu2+ y los pares de electrones no compartidos del nitrógeno que forma parte de los enlaces peptídicos.
Figura 1: Reacción de Biuret


Sobre la reacción de Biuret
La reacción de Biuret, es un método que detecta la presencia de compuestos con dos o más enlaces peptídicos y, por tanto, sirve para todas las proteínas y péptidos cortos.


El reactivo del biuret (sulfato de cobre en una base fuerte) reacciona con los enlaces del péptido y cambia el color cuando entra en contacto con otra sustancia, tornándose VIOLETA. Mientras más cantidad de proteína está presente en la solución, más oscuro es el color.


4. Procedimiento




5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 RESULTADOS
5.1.1 Resultado Práctico   


Se torna de un  color violeta por el reactivo de Biuret.


5.2 DISCUSIÓN:


En la presente práctica se observó que la reacción de Biuret fue positiva con la solución de caseína la cual tomó una coloración violeta indicando la presencia de enlaces peptídicos y por ende la de proteínas.  Sin embargo la coloración  de la misma demostró una concentración baja de proteína, observando también que al no agitar correctamente la muestra la coloración de la misma no resultó con una tonalidad mucho más intensa.


6. CONCLUSIONES:


  • Habiendo llevado a cabo esta práctica se pudo comprender que cuando una proteína (caseína) se pone en contacto con un álcali concentrado, se forma una sustancia compleja denominada Biuret; ya que sus uniones peptídicas reaccionan con los iones cúpricos del reactivo formando así un complejo de color violeta (se necesitan 2 ó más uniones peptídicas para que se forme el complejo coloreado).


  • Se pudo identificar que la caseína al ser un conjunto de proteínas fosforadas, además de representar el 80% del contenido proteico en la leche, tiene una respuesta positiva frente a la reacción de Biuret; ya que la misma es una prueba general para proteínas, razón por la cual se torna de una coloración violeta.


7. BIBLIOGRAFÍA


Marco Teórico



PUNTO ISOELÉCTRICO


2. OBJETIVOS:
2.1 General:
  • Realizar la precipitación de la caseína por efecto del Punto Isoeléctrico.


2.2 Específicos:
  • Comprender la causa de la neutralización de la caseína.
  • Determinar el punto isoeléctrico de la caseína, mediante el uso de un ph-metro.
  • Comprobar si el precipitado puede disolverse, a través de la adición de NaOH (1N).


3. MARCO TEÓRICO


PUNTO ISOELÉCTRICO
Las proteínas juegan un papel importante crucial en casi todos los procesos biológicos, tales como catálisis, y transporte, movimiento coordinado, excitabilidad y control de crecimiento y diferenciación, entre otros.


La caracterización de las proteínas es importante debido a que el conocimiento de sus propiedades permite, entre otras cosas, poder manipularlas y darles un uso práctico. Existen varias técnicas para caracterizar las proteínas en base a su peso, carga, interacción con otros compuesto. Por ejemplo, el enfoque isoeléctrico  (determinación del punto isoeléctrico) y la cromatografía por intercambio iónico, parte de su principio está basado en la carga de las proteínas. La carga de las proteínas puede ser manipulada por cambios de pH. El punto isoeléctrico (pI) es el pH en que la carga neta total de una molécula es igual a cero y no migra en un campo eléctrico. Un fenómeno físico importante es que cuando una molécula está en su punto isoeléctrico tiende a precipitarse, el cual representa un principio importante de separación de proteínas. Si se quiere determinar con exactitud el pI de una proteína se usa frecuentemente enfoque isoeléctrico, en el cual se usa un gradiente de pH creado por anfolinas. Sin embargo, esta técnica resulta costosa y es casi de uso exclusivo para los laboratorios de investigación. Por otro lado, si se conoce la secuencia de una proteína existen programas que permiten conocer el punto isoeléctrico, tales como el EditSeq de DNA star. Ya que una proteína precipita en su punto isoeléctrico, en esta práctica determinaremos el punto isoeléctrico aproximado de la caseína (proteína mayoritaria en la leche) al colocarlos en soluciones con diferentes valores de pH.


PRECIPITACIÓN POR PUNTO ISOELÉCTRICO
Precipitación por punto isoeléctrico (IEF, siglas en inglés) es un método electroforético para la separación de proteínas, de acuerdo a su punto isoeléctrico, en un gradiente de pH estable. El método consta de una capa de soporte (usualmente un gel de poliacrilamida, pero también puede usarse agarosa) que contiene una mezcla de anfolitos (ácidos polyamino-policarboxílico sintéticos).
Cuando un campo eléctrico es aplicado al gel, los anfolitos se auto ordenan de acuerdo a su punto isoeléctrico desde el ánodo hasta el cátodo. Cada anfolito mantiene un pH local correspondiente con su punto isoeléctrico y este pH uniforme se expresa en capas en el gel. Si una proteína es depositada en un extremo del gel, esta migrará bajo la influencia del campo eléctrico hasta que encuentre la región de pH que le corresponde a su punto isoeléctrico. A este punto la proteína tendrá carga neta y quedará “estacionada” en ese lugar.
En esta técnica las proteínas son separadas de acuerdo a su carga.


¿Qué es el punto isoeléctrico?
El punto isoeléctrico es el pH al que una sustancia anfótera tiene carga neta cero. El concepto es particularmente interesante en los aminoácidos y también en las proteínas. A este valor de pH la solubilidad de la sustancia es casi nula. Para calcularlo se deben utilizar los pKa.
Está relacionado con la solubilidad debido que al alcanzar el punto isoeléctrico comienza la precipitación. El punto isoeléctrico de la caseína es de pH=4,6.


Reversibilidad del precipitado insoluble a soluble
Precipita cuando se acidifica la leche a pH 4,6. Por ello, a la caseína también se le suele denominar proteína insoluble de la leche la caseína se encuentra en su punto de menor solubilidad debido a la reducción de las repulsiones intermoleculares.Los iones H+ y OH- provocan efectos desnaturalizadores sobre la envoltura acuosa de las proteínas afectando la carga eléctrica de los grupos ácidos y básicos de las cadenas laterales de los aminoácidos. Al agregar una sustancia ácida como HCl a la leche, se provoca una alteración sobre la carga superficial de las caseínas, eliminando las interacciones electrostáticas que estabilizan la estructura y finalmente provocando su precipitación, formando una cuajada poco mineralizada lo que precipitan, pero también se puede solubilizar si se le adiciona una base como es el NaOH de concentración 1N. La relación que existe es que si el pH se encuentra por debajo o encima del Punto Isoeléctrico, la proteína tenderá a ser soluble.


4. PROCEDIMIENTO




5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 RESULTADOS
5.1.1 Resultado Práctico   

               Medición del pH.                            Punto isoeléctrico de la caseína.


➔     La caseína es la unica proteina de la leche que alcanza su punto isoeléctrico a un valor de 4,8.


5.2 DISCUSIÓN:


Se verificó que el ácido acético contenido en el vinagre desnaturaliza las proteínas de la leche (caseína y proteínas séricas) y por acción de la centrifugación se separa la parte sólida de la líquida.  Observando qui una reacción irreversible al colocar el ácido acético en la caseina, esta se torna insoluble en el agua sin embargo al colocar hidróxido a la misma la reacción se torna reversible; es decir se solubiliza en agua.


6. CONCLUSIONES:


  • Se pudo comprender que la neutralización de la caseína, se debe básicamente a la adición del ácido acético (1N); debido a que el mismo provoca la salida del Calcio de la micela, desestabilizando a la caseína y formándose de esta manera un gel neutro.


  • Llevada a cabo esta práctica se pudo determinar que el punto isoeléctrico de la caseína tiene un valor de 4,8.


  • La caseína es insoluble en: debido a su pH ácido y al comportamiento anfótero del agua pero se dispersa o solubiliza bien con una base fuerte NaOH ya que con su carácter básico al mezclarse con la caseína se neutralizan.


7. BIBLIOGRAFÍA:
Marco Teórico



"Cromatografía De Aminoácidos"



E. S. P. O. CH


ESCUELA SUPERIOR POLITÉCNICA DE CHIMBORAZO
FACULTAD DE CIENCIAS
ESCUELA DE INGENIERÍA QUÍMICA
Aldaz Alex alexchristopheraldaztoala@gmail.com

6to Semestre


RIOBAMBA – ECUADOR

TEMA:

HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA - CROMATOGRAFÍA EN PAPEL DE AMINOÁCIDOS


2. OBJETIVOS:
2.1 General:
  • Realizar la hidrólisis de una proteína, mediante acidificación para una respectiva cromatografía ascendente.


2.2 Específicos:
  • Emplear la técnica de cromatografía en papel para separar y aislar aminoácidos.
  • Conocer la técnica de una cromatografía  ascendente en papel.
  • Hidrolizar el gluten de trigo para la identificación de los aminoácidos presentes en el mismo.
  • Calcular los valores de Rf de las sustancias empleadas (aminoácidos).


3. MARCO TEÓRICO


Introducción:
La  cromatografía  en  papel  es  un  tipo  de  Cromatografía  de  Reparto,  en  donde  los componentes de una mezcla se separan en base a una distribución diferente entre la fase móvil y  la  fase  estacionaria.  El  movimiento  relativo  de  las  moléculas  a  lo  largo  del  sistema cromatográfico  es  el  resultado  de  un  equilibrio  entre  las  fuerzas  de  transmisión  o  arrastre ejercido  por  la  fase  móvil  en  su  desplazamiento  sobre  la  fase  estacionaria  y  las fuerzas  que tienden  a  frenar  dicho  desplazamiento.  Las  fuerzas  de  frenado  pueden  ser  tanto  de  reparto (basado en criterios de solubilidad) como de adsorción. La  teoría  de  la  cromatografía  de  reparto  se  basa  en  que,  en  general,  si  dos  fases inmiscibles se encuentran en contacto una con otra y si una de las dos fases contiene un soluto, éste se distribuirá entre ambas de acuerdo con sus solubilidades  relativas. Dicho  fenómeno se denomina reparto.  


En  la  cromatografía  de  reparto  se  suelen  utilizar  diversos materiales  como  soportes:  almidón, celulosa,  gel  de  sílice,  óxido  de  aluminio,  etcétera.  Aunque  en  teoría  se  consideran  inertes, pueden generar diferentes procesos de adsorción, por lo que la separación ocurrirá también, en parte, debido a la interacción entre las moléculas a separar con dicho soporte, la cual actuaría como  fuerza de  frenado.


Tanto la cromatografía en papel como  su análoga en capa  fina están comprendidas  en  la  descripción  de  Cromatografía  en  Dos  Dimensiones,  debido  a  las  dos dimensiones espaciales que son el ancho y el largo que son características de una Cromatografía en Plano.


Fundamento:
El uso de la cromatografía en papel para la separación e identificación de aminoácidos es de gran importancia desde que fue introducida por Martin en 1944, la fase móvil empleada generalmente es una mezcla de n‐butanol/ácido acético/agua o dilución acuosa de fenol (polar y ácida),  estas  combinaciones  de  fases  móviles  poseen  densidad  mayor  que  otros  sistemas  de solventes y requiere de por lo menos de 2 a 3 horas para que el frente del solvente alcance una distancia prudente en una placa  relativamente larga.


Sin embargo en un experimento descrito por  Gabriel 2 en 1968 se estudió la alternativa de emplear acetonitrilo y un buffer (polar y ácida o  alcalina  dependiendo  el  pH  del  buffer)  obteniéndose  buenos  resultados  en  el  tiempo  de desarrollo (40 minutos) sin necesidad de que se reequilibre el papel. Si bien, el empleo de acetonitrilo reduce el tiempo experimental, este incrementa la toxicidad y por lo  tanto  deben emplearse las medidas  pertinentes.


El empleo  de las  soluciones  tampón  o buffer  se asocia a que las características químicas de los aminoácidos cambian con el valor de potencial  de hidrógeno  de  trabajo,  de esta manera estos  pueden  desplazarse más  cuando  las condiciones de la fase móvil (cuyo efecto es predominante) así se lo permiten. Lo  anteriormente  expuesto  ilustra cómo  los  procesos  cromatográficos  tanto instrumentales como no instrumentales (en cualquiera de sus variantes) son receptivos a nuevas alternativas metodológicas y continuamente  sufren cambios que beneficien en aspectos como resolución, separación, empleo de recursos y tiempo por mencionar algunos.
Figura (1): identificacion de aminoacidos en papel cromatográfico (b), y determinación del espacio recorrido en forma ascendente de los aminoácidos por el solvente.

Para calcular el Rf, se aplica la siguiente relación:




El Rf es una constante característica de cada compuesto, siempre y cuando la determinación se efectúe bajo las mismas condiciones. El RF se define como la distancia recorrida por un compuesto desde su origen hasta su porción final, dividida entre la distancia recorrida por el eluyente desde el origen de la mezcla hasta la altura máxima alcanzada por el frente de dicho solvente.


4. PROCEDIMIENTO



5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 RESULTADOS
5.1.1 Resultado Práctico


Figura (2)


En la figura se observa la presencia del ácido aspártico, fenilalanina, hidrolizado de gluten, tirosina y triptófano.


5.1.2 Resultado del Cálculo


  • Para la muestra acido aspartico:
Rf= x/y
Rf= 2.5/13.5
Rf= 0.185


  • Para la muestra de fenilalanina :
Rf= x/y
Rf= 7.5/13.5
Rf= 0.56


  • Para la muestra de hidrolizado de gluten :
Rf= x/y
Rf= 6/13.5
Rf= 0.44


  • Para la muestra de tirosina :
Rf= x/y
Rf= 3.8/13.5
Rf= 0.28


  • Para la muestra de triptófano :
Rf= x/y
Rf= 6.8/13.5
Rf= 0.50

5.2 DISCUSIÓN


A lo largo de la práctica de cromatografía ascendente de aminoácidos en papel,  se logró la identificación de los distintos aminoácidos tales como el ácido aspártico, la fenilalanina,  el hidrolizado del gluten, la tirosina y el triptófano  a partir de la hidrólisis de proteínas además de identificarlos a través de su factor de retención (Rf)  0.185; 0.56; 0.43; 0.28 y 0.52. respectivamente. Evidenciando así  la separación de los mismos.


La coloración que se evidencia en el papel es de acuerdo al aminoácido que fue hidrolizado. Es importante saber que las manchas de las muestras que se dan después de revelarlo.

6. CONCLUSIÓN


  • La cromatografía ascendente en papel es una técnica que mediante la ayuda de un solvente permite separar diferentes sustancias en este caso aminoácidos gracias a su diferencia en los factores de retención.


  • Llevada a cabo esta práctica se pudo comprender que la cromatografía ascendente en papel, es una técnica de separación muy versátil; a sapiencia de que el flujo de la fase móvil es producido por capilares. Además de ello presenta características tales como: Es sencilla, rápida y principalmente no requiere el uso de aparatos complicados.


  • Así mismo con la cromatografía se pudo realizar la separación de los aminoácidos del gluten preparado, al colocarlos en el papel con el solvente ya previsto en la cuba. De lo cual el gluten al representar más del 70% de proteínas en el trigo; al hidrolizarse se obtienen péptidos bioactivos que al reaccionar con el solvente de la cuba manifiestan una coloración diferente para cada aminoácido presente en el papel.


  • Se pudo determinar el valor de los rf tanto para el triptófano como el hidrolizado de gluten; resultando los siguientes: (0.50) y (0.44), respectivamente. Siendo el primero el valor que más se acerca al rf del hidrolizado de gluten.


7. BIBLIOGRAFÍA


Marco Teórico